Optimización de la estructura del nuevo tumor.
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Optimización de la estructura del nuevo tumor.

Mar 07, 2024

Scientific Reports volumen 12, número de artículo: 22390 (2022) Citar este artículo

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La eliminación selectiva de tumores siempre ha sido el pilar de la investigación oncológica. La investigación en curso que subyace a los mecanismos apoptóticos celulares revela la activación de caspasas, especialmente el efector clave caspasa-3, como una estrategia terapéutica personalizada selectiva de tumores. Nuestro protocolo de investigación continua ha explotado nuevas α-aciloxicarboxamidas Passerini optimizadas como inductores apoptóticos eficientes a través del mecanismo dependiente de caspasa-3/7 con perfiles anticancerígenos altamente selectivos. El fundamento del diseño adoptado se basó en excluir alertas estructurales de pistas anteriores, al tiempo que se fusionaban varios motivos farmacofóricos de activadores de caspasa naturales y sintéticos a través de condiciones optimizadas de reacción de Passerini en un solo recipiente. Los compuestos preparados resultantes de la reacción de Passerini se examinaron para determinar sus actividades citotóxicas contra células cancerosas colorrectales Caco-2 y HepG-2 de hígado en comparación con fibroblastos normales utilizando el ensayo MTT. En particular, todos los compuestos exhibieron una IC50 submicromolar de rango bajo prometedora contra las líneas celulares cancerosas estudiadas, con una selectividad tumoral sobresaliente (valores SI de hasta 266). Por tanto, fueron superiores al 5-fluorouracilo. En particular, 7a, 7g y 7j confirieron las potencias más altas contra las células Caco-2 y HepG-2 y fueron seleccionadas para estudios mecanicistas adicionales. El ensayo de activación Caspas-3/7 de los compuestos afectados y el análisis de citometría de flujo de las células cancerosas apoptóticas tratadas demostraron su importante potencial de activación de caspasa (hasta 4,2 veces) y capacidades de inducción apoptótica (hasta 58,7%). Se realizó una evaluación adicional de la expresión de Bcl2 como sustrato fisiológico de caspasa-3. Aquí, los tres aductos de Passerini estudiados pudieron regular negativamente Bcl2 en las células Caco-2 tratadas. Es importante destacar que los resultados de los estudios mecanicistas de los tres éxitos se hicieron eco de los datos preliminares de potencias antiproliferativas de MTT que destacan su inducción apoptótica dependiente de caspasa-3. Finalmente, los perfiles fisicoquímicos y farmacocinéticos predichos in silico, así como las métricas de eficiencia del ligando, fueron similares a los de los fármacos.

Evadir la apoptosis, el proceso normal de muerte celular programada que mantiene la homeostasis del tejido1, es un sello distintivo del cáncer2,3. La apoptosis está mediada por una cascada de vías de señalización intrínsecas y extrínsecas que convergen principalmente en la proteólisis dependiente de caspasas de numerosas proteínas vitales, la escisión del ADN y la formación de ampollas en la membrana4. Las caspasas comprenden una familia característica de proteasas específicas de cisteinil-aspartato que son capaces de escindir un residuo de aminoácido de aspartato de sus sustratos específicos5,6 induciendo la muerte celular irreversible. Las caspasas se clasifican en grupos iniciadores (caspasas-10, -9, -8 y -2) y efectores (caspasas-7, -6 y -3)7. Las caspasas-3 y -7 se consideran las caspasas efectoras clave que ejecutan la apoptosis8,9,10. Por lo tanto, estos hallazgos dirigieron los programas de investigación del cáncer a establecer la familia de las caspasas, especialmente los miembros efectores, como objetivos anticancerígenos atractivos para inducir la inducción de la apoptosis en las células cancerosas11. Además, los niveles celulares de procaspasas, los precursores inactivos de las caspasas efectoras, generalmente están elevados en el cáncer en relación con el tejido normal, lo que presenta una oportunidad ideal para que la orientación tumoral genere selectivamente caspasas citotóxicas en el cáncer mediante la sobreexpresión de procaspasas como arma. En consecuencia, la inducción apoptótica mediada por caspasa se considera una estrategia anticancerígena altamente selectiva para tumores12. Dado que las caspasas maduras se inhiben mediante el inhibidor celular de las proteínas de la apoptosis (IAP), que esencialmente son inactivadas por el activador secundario de caspasas derivado de las mitocondrias (SMAC/Diablo)7, los primeros ensayos de descubrimiento de fármacos se han centrado en SMAC que desencadena la apoptosis dependiente de caspasas13. 14. Sin embargo, su aplicación clínica directa se vio obstaculizada por los inconvenientes de su naturaleza peptídica. Luego se imaginó un tetrapéptido de SMAC como motivo principal para diseñar peptidomiméticos que puedan funcionar como la proteína endógena. Estudios pioneros introdujeron series de inductores apoptóticos eficientes diseñados como tripéptidos protegidos para reducir su carácter peptídico (Fig. 1; I y II)16. Esta investigación activa se reflejó en varios ensayos para optimizar nuevos inductores apoptóticos dependientes de caspasas de molécula pequeña. Los primeros estudios que emplearon ensayos de detección de alto rendimiento basados ​​en caspasas introdujeron una nueva serie de potentes activadores de caspasas derivados de las nicotinamidas III (Fig. 1)16. Otros trabajos fructíferos llevaron a la introducción de varios activadores de caspasas en etapa preclínica17,18. Los estudios de diseño optimizados basados ​​en fragmentos identificaron inductores apoptóticos no peptídicos en etapa clínica que se basan en un núcleo de amida esencial (Fig. 1, IV) que es crucial para la actividad y no debe cambiarse ni eliminarse19. En esta línea, nuestro grupo de investigación ha utilizado el multicomponente Passerini-3CR como estrategia de síntesis facial para sintetizar bibliotecas de inductores V de activadores de caspasa basados ​​en amida (Fig. 1) 20 que incorporan las características estructurales temáticas de los compuestos principales (Fig. 1). Entre las series evaluadas, los derivados exitosos ejercieron una profunda potencia anticancerígena contra varios cánceres humanos20.

Plomo Activadores de caspasas de moléculas pequeñas.

Aquí, continuamos nuestro protocolo de optimización utilizando el andamio Passerini principal (Fig. 2). En primer lugar, las α-aciloxicarboxamidas recién sintetizadas se diseñaron para incorporar un éster a la contraparte amida como sustituto del grupo nitro, siendo una alerta estructural y un posible toxicoforo21,22 con el objetivo de mejorar el perfil de seguridad de la molécula y la selectividad anticancerígena. En segundo lugar, la contraparte aciloxi se seleccionó racionalmente inspirándose en motivos farmacofóricos de activadores de caspasas naturales, donde se instalaron anillos de indol y quinolina en el esqueleto, siendo los núcleos principales de los alcaloides bisindol marinos23,24 de la familia del 3,3′-diindolilmetano (DIM)25 y alcaloides de quinolina23. Finalmente, para limitar posiblemente "la obesidad molecular" para una mejor farmacocinética, así como para enriquecer el SAR deducido en este estudio, se adoptó una estrategia de simplificación de la estructura, donde las contrapartes aciloxi heterocíclicas se simplificaron a diversos aromáticos (benzoato, fenilacetato y cinamato) y restos alifáticos (tioglicolato). Como parte del enfoque de diseño de mimetismo seguido, se seleccionaron varios sustituyentes que conferían actividades antitumorales dependientes de caspasa a las moléculas principales informadas, incluidos los halógenos20 y el grupo tiol26.

Justificación del diseño de los aductos de Passerini objetivo.

Todos los aductos de Passerini objetivo se examinaron inicialmente mediante el ensayo MTT27 contra fibroblastos humanos Wi-38 para determinar su potencial citotóxico contra fibroblastos humanos (Wi-38) y dos líneas celulares cancerosas, a saber, HepG-2 (hígado) y Caco-2 (colon). entre los cánceres más comunes en todo el mundo según la lista actualizada de la OMS28. Se evaluó la selectividad contra el cáncer frente a las células normales. Se realizaron ensayos de activación de caspasa-3/7 y análisis de citometría de flujo de apoptosis para los compuestos más prometedores. Se realizaron más estudios de apoptosis para cuantificar la expresión de Bcl2, que es un sustrato fisiológico de caspasa-329. Posteriormente, los compuestos afectados se sometieron a estudios computacionales para predecir sus propiedades fisicoquímicas, parámetros ADME y métricas de eficiencia.

Las reacciones multicomponente (MCR) se han convertido en procesos excelentes en estudios orgánicos debido a su eficiencia en la formación de enlaces, ya que tres o más componentes reaccionan juntos en una síntesis en un solo recipiente para lograr mayores rendimientos de productos puros, mayor velocidad de reacción, mejor selectividad, mayor facilidad de manipulación, Rápida optimización de la reacción, capacidad de efectuar transformaciones quimio, regio y estereoselectivas, procesos económicos y ecológicos. Las reacciones multicomponente basadas en isocianuros (IMCR) son uno de los campos más importantes de la última década. Los IMCR representan un cierre interesante de reacciones multicomponente debido a sus propiedades biológicas versátiles. Además, fueron útiles para la formación de compuestos novedosos, complejos y biológicamente activos30,31.

Mario Passerini realizó el primer IMCR combinando tres componentes (un isocianuro, un ácido carboxílico y un oxocompuesto) para formar α-aciloxicarboxamidas. Los productos Passerini son andamios que se han utilizado para sintetizar grandes bibliotecas de fármacos bioactivos32,33.

Las nuevas α-aciloxi carboxamidas sintetizadas han mostrado actividades citotóxicas con diferentes líneas celulares de cáncer humano. La reacción de Passerini de tres componentes se informó anteriormente utilizando isocianuro de p-nitrofenilo, en el que el grupo nitro como grupo aceptor de electrones con ciclohexanona y diferentes ácidos carboxílicos. También productos inesperados obtenidos utilizando ácidos trifluoro- y tricloroacéticos formando compuestos hidroxi y espiro, respectivamente. A este respecto, informamos aquí la reacción de Passerini entre 4-isocianobenzoato de etilo 4 con derivados de ácido carboxílico 5a – k y ciclohexanona 6 formando productos biológicamente activos20.

Aquí, nuestra estrategia para llevar a cabo la reacción de Passerini utilizando el isocianuro 4, que se sintetizó realizando la reacción de esterificación del ácido 4-amino benzoico (1) por reflujo en etanol absoluto para producir el éster correspondiente benzoato de 4-aminoetilo (2). conocido como benzocaína, fármaco que se utilizaba como analgésico34. En consecuencia, se realizó la formilación de este último utilizando ácido fórmico y tolueno para dar benzoato de 4-formamidoetilo (3)35 seguido de deshidratación usando el protocolo PPh3/Et3N/I2 donde la reacción se procedió durante 1 h para producir el correspondiente isonitrilo-4-isocianobenzoato de etilo. (4) con buen rendimiento36 (Fig. 3). El isocianuro formado es inestable y es preferible almacenarlo a baja temperatura (5-10 °C). La estructura de 4 fue confirmada por IR que mostró una banda fuerte a 2124 y 1717 cm-1 que caracteriza al isociano y carbonilo de los grupos éster respectivamente.

Síntesis de 4-isocianobenzoato de etilo 4.

Se preparó una nueva serie de derivados de α-aciloxicarboxamida 7a-k mediante la reacción de Passerini utilizando 4 en exceso de ciclohexanona como cetona y disolvente con diversos ácidos carboxílicos, a saber, ácido indol-3-acético, ácido quinaldico, ácido benzoico, p-clorobenzoico. ácido o-clorobenzoico, ácido o-yodobenzoico, ácido fenilacético, ácido (E)-3-(4-(trifluorometil)cinámico, ácido N-Boc-4-aminohipúrico, (fenoxicarbonil)-1-fenilalanina y 2- ácido mercaptoacético 5a-k, respectivamente; a temperatura ambiente (Fig. 4). Los derivados de Passerini obtenidos se analizaron en detalle mediante espectroscopía FT-IR y RMN. El espectro de RMN 1H de 7a-k mostró señales para –NH en grupos amido resonantes. desde δH 10,9–8,9 ppm. Los diez protones del grupo c-hexilideno también aparecieron en el rango de δH 3,1–1,1 ppm. El protón del grupo –NH indol 7a mostró señal singulete en δH 10,94 ppm. Además, dos protones del grupo –CH2 (CO-CH2-Ar) para el compuesto 7g apareció como señal singulete en δH 3,78 ppm. El espectro de protones para el compuesto 7h registró dos señales correspondientes a hidrógenos olefínicos en δH 7,71 y 6,86 ppm. Tres protones de amida para el producto 7i mostraron tres señales en δH 9,74, 9,62 y 8,90 ppm. Para el producto 7j, tres protones del resto de l-fenilalanina registraron señales en δH 4,95 ppm para –CH2 y desde δH 4,44–4,39 ppm para –CH. El protón del grupo Mercapto –SH en 7k mostró señales que resuenan desde δH 0,85–0,80 ppm. Las señales registradas en el espectro de 13C-NMR resonaron desde δc 171,8–161,2 ppm correspondientes a los grupos amido y éster de CO, respectivamente. Carbonos de c-hexilideno (O – C – CO) que resuenan en un rango de δc 84,0 a 81,1 ppm. Además, los carbonos de ciclohexilo registraron señales que resuenan desde δc 36,0–20,6 ppm. Para los productos 7f y 7k, los carbonos de CI y CH2-SH mostraron señales registradas en δc 94,7 y 40,7 ppm, respectivamente.

Síntesis de derivados de α-aciloxi carboxamida 7a – k mediante la reacción de Passerini.

(P-3CR) que utiliza ácidos trihaloacéticos mediante la reacción de Passerini mostró derivados inesperados. Donde, el ácido trifluoroacético (TFA) proporcionó 4-(1-hidroxiciclohexanocarboxamido)benzoato de etilo 9 con un buen rendimiento después de hidrolizar el producto de Passerini formado 4-(1-(2,2,2-trifluoroacetoxi)ciclohexanocarboxamido)benzoato de etilo 8 (Fig. 5). El espectro de 1H-NMR confirmó la estructura de 9, donde dos protones corresponden a la amida –NH y al grupo hidroxilo –OH aparecieron claramente como dos señales singuletes en δH 9,91 y 5,49 ppm, respectivamente. Además, el espectro de 13C-NMR mostró señales para el carbonilo del grupo amida y los carbonos del alcohol terciario a δc 177,1 y 74,5 ppm, respectivamente.

Síntesis de 9 y 11 mediante la reacción de Passerini utilizando ácidos trihaloacéticos.

Alternativamente, P-3CR usando ácido tricloroacético (TCA) proporcionó el inesperado compuesto espiro; 4-(2,4-dioxo-1-oxa-3-azaespiro[4.5]decan-3-il)benzoato de etilo (11), donde producto de Passerini; Primero se formó 4-(1-(2,2,2-tricloroacetoxi)ciclohexanocarboxamido)benzoato de etilo 10, luego se liberó el grupo –CCl3 a través del ataque de nitrógeno nucleofílico intramolecular al grupo tricloroacetilo, seguido de la ciclación para formar 11 (Fig. 5). . La 1H-NMR aprobó la estructura de 11, donde los protones del resto aromático registraron dos señales obvias de dobletes en δH 8,06 y 7,62 ppm. Además, las señales de protones de c-hexilideno aparecieron en δH 2,04 y 1,30 ppm. La RMN 13C confirmó la señal del espirocarbono a δc 85,0 ppm. Además, los grupos CO del anillo de oxazolinediona registraron dos señales a δc 174,0 y 152,8 ppm.

Con respecto a la estabilidad de los aductos de Passerini actualmente estudiados, la revisión de la literatura reveló un valioso estudio reciente que demuestra que la estabilidad del éster en el esqueleto de Passerini podría verse influenciada por otras subestructuras presentes basadas en experimentos realizados en una biblioteca de más de aductos de Passerini37. Preocupado por las aplicaciones químicas medicinales de la reacción de Passerini, el estudio se centró en investigar la estabilidad metabólica del andamio frente a las esterasas. En consecuencia, cuando el grupo directamente unido al resto éster (R3; Fig. 6) es un anillo aromático orto-sustituido u orto, orto'-disustituido, las α-aciloxicarboxamidas de Passerini son metabólicamente estables frente a las esterasas37.

La estructura general de las α-aciloxicarboxamidas de Passerini.

Esto está de acuerdo con estudios previos que generalmente demostraron que el impedimento estérico puede reducir o suprimir la actividad hidrolítica de las esterasas, mientras que la presencia de grupos aceptores de electrones en el lado acilo puede facilitar la escisión enzimática38. El éster esqueleto también es estable frente a la hidrólisis cuando el grupo R1 es un sustituyente voluminoso independientemente de la naturaleza del sustituyente R3. El estudio también destacó la estabilidad del éster aromático terminal, como lo ejemplifica la observación experimental de las diferentes estabilidades hidrolíticas del benzoato de metilo y del 2,6-dimetilbenzoato de metilo frente a las esterasas, donde el primero se hidroliza fácilmente, mientras que el segundo es completamente resistente a esterasas37.

Los aductos de Passerini 7a-k recién sintetizados se examinaron preliminarmente utilizando el ensayo de microcultivo MTT39 para evaluar sus posibles actividades antiproliferativas contra fibroblastos humanos normales (Wi-38), células cancerosas colorrectales (Caco-2) y hepatocelulares (HepG-2) en comparación con los quimioterapia estándar 5-fluorouracilo que promueven la apoptosis dependiente de caspasa en varios cánceres40,41 (Tabla 1). Obviamente, todos los derivados fueron superiores al 5-fluorouracilo frente a las líneas celulares analizadas en cuanto a potencia y selectividad. 7g se clasificó como el aducto de Passerini más potente (IC50 = 0,06 μM) y selectivo (SI = 262–266) contra las líneas celulares seleccionadas, seguido de 7j y 7a (IC50 = 0,07–0,12 μM, SI = 97–243). 7e, 7f, 7i y 9 exhibieron una potencia ligeramente menor y registraron valores de CI50 submicromolar de rango bajo comparables. Estos derivados fueron notablemente selectivos de tumores con un SI que oscilaba entre 69 y 180. Los derivados restantes fueron relativamente menos activos, pero aún prometedores en cuanto a potencia y selectividad.

Vale la pena mencionar que el patrón de citotoxicidad observado de los ésteres de Passerini investigados destacó su prometedor perfil de selectividad tumoral. Esto podría deducirse con seguridad si se compara con los perfiles de citotoxicidad de los cables Passerini previamente estudiados con sustituyentes del grupo nitro20, como lo ejemplifican los datos del ensayo MTT de los derivados estructuralmente relacionados ilustrados en la Fig. 7. Es obvio que la simple sustitución del grupo nitro por un resto éster mejoró el perfil de selectividad tumoral del andamio de Passerini en aproximadamente 85 veces, lo que refleja su mayor seguridad en las células normales.

El efecto de la sustitución del grupo nitro por éster en el perfil de citotoxicidad del andamio de Passerini.

Curiosamente, esta observación justificó nuestra estrategia de diseño y protocolo de optimización adoptando el reemplazo del grupo nitro como alerta estructural por el grupo éster biocompatible.

El ensayo de activación de caspasa-3/720,42 se realizó en los derivados anticancerígenos más activos para registrar los incrementos relativos de la actividad de caspasa-3/7 en células HepG-2 y Caco-2 después del tratamiento con dosis IC50 (Tabla 1) de los derivados estudiados. compuestos. Los resultados (Tabla 2) mostraron que los tres compuestos activaron la caspasa-3/7 e indujeron la apoptosis de las células cancerosas. Se detectaron potenciales de activación ligeramente más altos (3,08 a 4,18 veces) en las células Caco-2 en comparación con HepG-2 (2,94 a 4,11 veces). El aducto antiproliferativo de Passerini 7g más potente mostró los mayores incrementos relativos de caspasa-3/7 (hasta 4,17) en las células cancerosas estudiadas en comparación con los otros derivados 7j, 7a y el fármaco de referencia, respectivamente. Estos resultados se hicieron eco de los resultados del ensayo MTT (Tabla 1). Por lo tanto, se podría postular que la inducción apoptótica mediada por caspasa-3/7 puede ser el posible mecanismo antiproliferativo de los compuestos estudiados.

La proteína Bcl2 inhibe la apoptosis y normalmente se escinde en Asp-34 durante la apoptosis mediante caspasas o in vitro mediante caspasa-329 recombinante. Además, varios estudios demostraron que la expresión de Bcl2 está regulada negativamente en varios tejidos como resultado de la activación de caspasa-343 y viceversa44. En este estudio, los resultados de RT-qPCR de Bcl2 mostraron que los compuestos estudiados podrían reprimir la expresión de Bcl2 en más de 10 veces en relación con Células Caco-2 tratadas con 5-FU (Tabla 3). 7g reveló el mayor potencial para regular negativamente Bcl2 en 11,5 veces, seguido de 7j y 7a.

Las células Caco-2 y HepG-2 tratadas con los derivados 7a, 7g y 7j se examinaron microscópicamente, después de 72 h, en comparación con las células no tratadas y las tratadas con 5-FU (Fig. 8). Como se muestra, las células tratadas con compuestos afectados aparecieron con una contracción severa y alteraciones morfológicas que indican actividades antiproliferativas y altas capacidades de inducción apoptótica de los aductos estudiados.

Alteraciones morfológicas de las líneas celulares cancerosas tratadas con los compuestos 7a, 7g y 7j después de 72 h, células cancerosas no tratadas y células tratadas con 5-fluororuracilo.

El análisis de citometría de flujo se realizó en células Caco-2 apoptóticas teñidas con anexina y tratadas con dosis IC50 del derivado hit 7a, 7g y 7j durante 72 h. Se seleccionaron células Caco-2 para el estudio por ser más sensibles al potencial apoptótico dependiente de caspasa de los compuestos estudiados en comparación con las células HepG-2. Aquí, los resultados mostraron que nuestros activadores de caspasa eficientes indujeron la apoptosis de las células cancerosas en ≥ 51%. El activador de caspasa más activo, 7g, mostró el mayor potencial de inducción apoptótica, como lo indica el 58,7% de la población total de células apoptóticas en las células tratadas, seguido de 7j (52,6%) y 7a (50,9%), respectivamente, en comparación con el control no tratado (1,8%). ) como se muestra en la Tabla 4 y la Fig. 9. Curiosamente, las potencias detectadas podrían correlacionarse con los resultados de los ensayos de activación de caspasa y MTT.

Análisis de citometría de flujo de la inducción de apoptosis en Caco-2 tratados con compuestos más activos en comparación con células de control no tratadas, después de teñir con anexina V/yoduro de propidio.

Como herramienta útil de identificación de ligandos, generalmente se realizan estudios computacionales para predecir las métricas de eficiencia de ligandos, los parámetros fisicoquímicos y farmacocinéticos de los compuestos más prometedores, así como la similitud con los fármacos. En el estudio actual, se calcularon las métricas de eficiencia del ligando (LE) y eficiencia del ligando lipófilo (LLE) de los activadores de caspasa más prometedores 7a, 7g y 7j (Tabla 5) como se informó20,45,46. LE representa el equilibrio entre el tamaño molecular y la potencia47,48,49, mientras que LLE ilustra cuán eficientemente el compuesto activo explota su carácter lipófilo para ejercer potencia50; en consecuencia, los compuestos afectados podrían priorizarse de manera más confiable y corregirse según sus tamaños moleculares y lipofilicidad.

Los resultados (Tabla 5) mostraron métricas prometedoras de LE y LLE de los compuestos estudiados. 7 g excedieron el límite LE aceptable frente a las líneas celulares analizadas. 7a estaba ligeramente por encima del límite inferior de LE, mientras que 7j mostró el valor de LE previsto más bajo entre el grupo. Curiosamente, los tres compuestos registraron valores LLE similares al plomo que oscilaron entre 3,36 y 4,02.

Es importante destacar que las propiedades fisicoquímicas que formulan la regla de cinco de Lipinski51, las reglas de Veber y Egan52,53 y los parámetros de biodisponibilidad se calcularon utilizando la herramienta web SwissADME54 para evaluar la semejanza prevista con los fármacos de los compuestos estudiados. Los resultados (Tabla 6) mostraron que los tres compuestos estaban en total conformidad con los parámetros de Egan. 7a y 7g cumplían los parámetros de Lipinski y Veber, a diferencia de 7j que violaba el límite de peso molecular de Lipinski y el número de rotores de Veber. También se predijo que el área de superficie polar topológica (TPSA) y la solubilidad acuosa se considerarían descriptores útiles de biodisponibilidad55. Los compuestos estudiados registraron TPSA similar a un fármaco (150 < A2)56,57, requisito de solubilidad aceptable, con 7 g en la parte superior de la lista.

Se emplearon servidores en línea Pre-ADMET58 y ProTox-II59 para predecir los parámetros ADMET para los resultados del estudio actual. Los tres compuestos registraron una alta absorción intestinal prevista (> 92,6%), permeabilidades medias de los modelos Caco-2 (PCaco2 = 25,18–32,72 nm/s) y baja MDCK (PMDCK = 0,07–6,74 nm/s), fuerte unión a proteínas plasmáticas (90,83 –92,69%) y absorción media en el SNC (BHE = 0,10-1,89). Se predijo que los compuestos carecían de inhibición de CYP2D6 y se clasificaron como sustancias químicas de clase IV según el Sistema Globalmente Armonizado para la Clasificación y Etiquetado de Sustancias Químicas Clasificadas (GHS), con una dosis oral letal media prevista alta (LD50 = 530–1739 mg/kg). ) en roedores. Una evaluación adicional de la toxicidad prevista mostró que no se esperaba que los tres compuestos estudiados fueran hepatotóxicos, carcinógenos ni mutágenos, por lo que se podía predecir que serían fármacos seguros.

Se consideraron los valores de referencia reportados previamente para TPSA56,57, HIA60, PPB58, BBB61, Caco262,63, MDCK64, LD5059, regla de Lipinski51, regla de Veber52 y regla de Egan53.

La actividad observada reveló que el andamio de Passerini actualmente modificado generalmente conservaba la potencia intrínseca de los cables (Fig. 1), con una mayor selectividad de las células tumorales. Sin embargo, tanto la potencia como la selectividad eran funciones de la naturaleza y el tamaño de la contraparte aciloxi. El éster de acetato de 2-(1H-indol-3-il) bioinspirado (7a) confirió excelente potencia y selectividad al armazón principal contra líneas celulares cancerosas seleccionadas. La sustitución del motivo 2-(1H-indol-3-il)acetato por quinolina-2-carboxilato (7b) redujo la potencia y selectividad de la molécula en casi 2 veces. El enfoque de simplificación de la estructura de la contraparte aciloxi de (7a) al benzoato (7c) atenuó la potencia antiproliferativa en 3 veces contra las células Caco-2 y en 1,5 veces contra las células HepG-2. Esto se reflejó en una menor selectividad hacia Caco-2 (5 veces) y HepG-2 (2 veces). Una sustitución adicional del grupo benzoato con o-cloro (7e) u o-yodo (7f) condujo a un aumento en la potencia (2 veces) y selectividad (6 veces) contra las células Caco-2 y una mejora suplementaria en la actividad contra HepG-2 con 2-3 veces más selectividad en comparación con el derivado no sustituido (7c). Cambiar el sustituyente cloro en (7e) a la posición para (7d) no favoreció ni la potencia ni la selectividad contra las líneas celulares estudiadas. Los perfiles de potencia y selectividad del andamio se optimizaron modificando el grupo benzoato a fenilacetato (7 g) o fenilalaninato de fenoxicarbonilo (7j), que proporcionó la potencia y selectividad más altas registradas en las series evaluadas. Otros sustituyentes versátiles, a saber, trifluorometilcinamato (7h), 4-(boc)aminobenzoilglicinato (7i) o tioglicolato (7k), exhibieron actividades relativamente moderadas, siendo superiores al derivado de benzoato (7c) contra Caco-2 y comparables a éste contra HepG-2. Es importante destacar que los derivados antiproliferativos exitosos registraron un patrón de potencial de activación de caspasa-3/7 similar, lo que destaca la posibilidad de que la inducción apoptótica mediada por caspasa-3/7 pueda ser su principal mecanismo antiproliferativo.

Este trabajo retrata la optimización de la estructura de un prometedor andamio activador de caspasa derivado de Passerini hacia una mayor selectividad tumoral mediante la exclusión de un posible toxicoforo, la introducción de sustituyentes bioinspirados y enfoques de diseño de simplificación de estructuras. El cribado inicial reveló una excelente selectividad contra las células cancerosas colorrectales Caco-2 y hepatocelulares HepG-2 en lugar de las normales (SI hasta 266,8). Todos los derivados fueron superiores al 5-fluorouracilo con valores de CI50 submicromolares. 7a, 7g y 7j fueron los éxitos del estudio. Los tres derivados activaron la caspasa hasta 4,2 veces en las células cancerosas tratadas, regularon negativamente Bcl2 e indujeron la apoptosis (hasta un 58,7%). Los estudios computacionales predijeron sus métricas de eficiencia aceptables y parámetros farmacocinéticos similares a los de los fármacos.

Los Materiales y equipos fueron descritos en la información de respaldo.

Se calentó una solución de ácido 4-aminobenzoico 1 (20 g, 0,14 mol) en EtOH anhidro (150 ml) y ácido sulfúrico (17 ml) hasta que se completó el consumo del ácido (normalmente 1 a 2 h). Después de enfriar, la mezcla se neutralizó usando una solución de soda de lavado. El producto deseado formado se filtró y se lavó usando agua destilada para producir un sólido blanco de 2 (22 g, 92 %); pf = 74–76 °C.

A una solución de 4-aminobenzoato de etilo 2 (11 g, 0,06 mol) en tolueno (100 ml), se añadió gota a gota ácido fórmico (3,98 g, 0,08 mol), seguido de calentamiento a 85-90 °C durante 2 h. Después de enfriar a temperatura ambiente, se formó el producto, se filtró y se lavó usando agua destilada para producir un sólido blanco de 3 (10,2 g, 79 %); pf = 138–140 °C.

A una mezcla de formamida 3 (5,0 g, 0,026 mol), I2 (9,87 g, 0,039 mol) y Ph3P (10 g, 0,038 mol) en DCM (75 ml), se le añadió Et3N (7,79 g, 10,7 ml, 0,07 mol). añadido gota a gota. La mezcla de reacción se agitó a temperatura ambiente durante 1 h. La mezcla de reacción se diluyó añadiendo CHCl3 (50 ml) y luego se lavó usando una solución saturada enfriada con hielo de Na2S2O3. La fase acuosa se extrajo usando DCM y la fase orgánica se lavó con salmuera, se secó sobre Na2SO4 anhidro y se filtró. La fase orgánica combinada se evaporó y se purificó usando cromatografía en columna (1:2, EtOAc-n-hexano) para dar el correspondiente sólido marrón de isocianuro 4 (2 g, 55 %); pf = 93–96 °C, lit.36 101–105 °C.

Una mezcla de 4-isocianobenzoato de etilo 4 (50 mg, 0,286 mmol, 0,5 eq), derivados de ácidos carboxílicos, a saber, ácido indol-3-acético, ácido quinaldico, ácido benzoico, ácido 4-clorobenzoico, ácido 2-clorobenzoico, ácido 2-yodobenzoico. ácido, ácido fenilacético, ácido (E)-3-(4-(trifluorometil)cinámico, ácido N-Boc-4-aminohipúrico, (fenoxicarbonil)-1-fenilalanina y ácido 2-mercaptoacético 5a–k, respectivamente (0,57 mmol , 1 eq) y un exceso de ciclohexanona 6 (2,86 mmol, 5 eq) se agitaron a temperatura ambiente durante 24 h y se controlaron mediante TLC. Luego, la reacción se diluyó usando 5 ml de DCM y se neutralizó usando una solución saturada de bicarbonato de sodio. Se recogió, se secó usando Na2SO4 anhidro y se purificó usando cromatografía en columna ultrarrápida (1:3, EtOAc-n-hexano).

Naranja en polvo; rendimiento 50%; pf = 79–81 °C; Rf 0,25 (1:2, EtOAc-n-hexano); IR: vmáx/cm-1 3372 (OCNH), 1697 (br, OC, NCO); RMN 1H (500 MHz, DMSO-d6) δH: 10,94 (s, 1H, NH-CH), 9,88 (s, 1H, OC-NH), 7,88 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ar–H) , 7,77 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ar–H), 7,50 (d, J = 8,0 Hz, 1H, Ar–H), 7,33 (d, J = 8,5 Hz, 1H, Ar–H), 7,25 (d, J = 2,0 Hz, 1H, Ar–H), 7,04 (t, J = 7,5 Hz, 1H, Ar–H), 6,91 (t, J = 7,0 Hz, 1H, Ar–H), 4,27 (q , J = 7,5 Hz, 2H, OCH2–CH3), 3,87 (s, 2H, OC–CH2), 2,13 (d, J = 13,5 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,77–1,71 (td, J = 14,5, 4,0 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,59–1,50 (m, 3H, c-Hex-H), 1,41–1,34 (m, 2H, c-Hex-H), 1,30 (t, J = 7,5 Hz, 3H, OCH2–CH3), 1,25–1,20 (m, 1H, c-Hex-H); RMN 13C (125 MHz, DMSO-d6) δC: 171,6 (OCNH), 170,6 (C – O – CO), 165,4 (EtO – CO), 143,4, 136,1, 129,9, 127,1, 124,3, 124,2, 121,1, 119,4, 118,5, 118,4, 111,4, 106,9 (Ar-C), 81,2 (O-C-CO), 60,5 (OCH2), 31,3, 31,0, 24,6, 20,8 (c-Hex-C), 14,3 (CH3). Anal. calc. para C26H28N2O5 (448,51): C, 69,63; H, 6,29; norte, 6,25; se encontró C, 69,42; H, 6,18; N, 6,43.

Naranja en polvo; rendimiento 56%; pf = 103–105 °C; Rf 0,32 (1:2, EtOAc-n-hexano); IR: vmáx/cm–1 3398 (OCNH), 1717, 1680 (OC, NCO); RMN 1H (500 MHz, DMSO-d6) δH: 10,07 (s, 1H, –NH), 8,58 (d, J = 9,0 Hz, 1H, Ar–H), 8,17 (d, J = 8,5 Hz, 1H, Ar–H), 8,13 (d, J = 8,5 Hz, 1H, Ar–H), 8,08 (d, J = 8,0 Hz, 1H, Ar–H), 7,87–7,83 (m, 3H, Ar–H), 7,76–7,71 (m, 3H, Ar–H), 4,23 (q, J = 6,5 Hz, 2H, OCH2–CH3), 2,33 (d, J = 14,0 Hz, 2H, c-Hex-H), 2,04 (s , 1H, c-Hex-H), 1,95–1,89 (m, 2H, c-Hex-H), 1,66 (s, 5H, c-Hex-H), 1,25 (t, J = 7,5 Hz, 3H, OCH2 –CH3); RMN 13C (125 MHz, DMSO-d6) δC: 171,1 (OCNH), 165,4 (EtO–CO), 163,2 (C–O–CO), 147,8, 146,9, 143,4, 137,8, 130,8, 129,9, 129,0, 128,9, 128,1, 124,4, 121,2, 119,6 (Ar – C), 82,7 (O – C – CO), 60,5 (OCH2), 31,5, 30,7, 24,6, 21,1 (c-Hex-C), 14,2 (CH3). Anal. calc. para C26H26N2O5 (446,50): C, 69,94; H, 5,87; norte, 6,27; se encontró C, 70,01; H, 5,97; norte, 6,32.

Polvo blanquecino; rendimiento 55%; pf = 140 – 142 °C; Rf 0,48 (1:2, EtOAc-n-hexano); IR: vmáx/cm-1 3342 (OCNH), 1718, 1679 (OC, NCO); RMN 1H (500 MHz, DMSO-d6) δH: 9,96 (s, 1H, -NH), 8,04 (d, J = 7,5 Hz, 2H, Ar–H), 7,87 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ar–H), 7,76 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ar–H), 7,69 (t, J = 7,0 Hz, 1H, Ar–H), 7,56 (t, J = 7,5 Hz, 2H, Ar– H), 4,26 (q, J = 7,0 Hz, 2H, OCH2–CH3), 2,31 (d, J = 13,5 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,88 (td, J = 14,0, 2,5 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,67 (d, J = 10,5 Hz, 3H, c-Hex-H), 1,60–1,51 (m, 2H, c-Hex-H), 1,33–1,31 (m, 1H, c- Hex-H), 1,28 (t, J = 7,5 Hz, 3H, OCH2–CH3); RMN 13C (125 MHz, DMSO-d6) δC: 171,3 (OCNH), 165,4 (EtO–CO), 164,4 (C–O–CO), 143,4, 133,6, 129,9, 129,6, 128,8, 124,4, 119,6 (Ar– C), 81,7 (O – C – CO), 60,5 (OCH2), 31,4, 24,6, 21,1 (c-Hex-C), 14,2 (CH3). Anal. calc. para C23H25NO5 (395,45): C, 69,86; H, 6,37; norte, 3,54; se encontró C, 69,93; H, 6,42; norte, 3,61.

Polvo gris; rendimiento 56%; pf = 193-195 °C; Rf 0,54 (1:2, EtOAc-n-hexano); IR: vmáx/cm–1 3277 (OCNH), 1717, 1684 (OC, NCO); RMN 1H (500 MHz, DMSO-d6) δH: 9,92 (s, 1H, –NH), 8,00 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ar–H), 7,84 (d, J = 8,5 Hz, 2H, Ar–H), 7,71 (d, J = 8,5 Hz, 2H, Ar–H), 7,60 (d, J = 8,5 Hz, 2H, Ar–H), 4,23 (q, J = 7,5 Hz, 2H, OCH2– CH3), 2,26 (d, J = 13,5 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,85 (td, J = 13,5, 2,5 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,63 (d, J = 9,5 Hz, 3H, c-Hex-H), 1,55–1,48 (m, 2H, c-Hex-H), 1,32–1,28 (m, 1H, c-Hex-H), 1,25 (t, J = 7,0 Hz, 3H, OCH2–CH3); RMN 13C (125 MHz, DMSO-d6) δC: 171,1 (OCNH), 165,3 (EtO–CO), 163,6 (C–O–CO), 143,3, 138,5, 131,4, 130,0, 129,0, 128,7, 124,4, 119,6 ( Ar–C), 82,1 (O–C–CO), 60,5 (OCH2), 31,4, 30,7, 24,5, 21,1 (c-Hex-C), 14,2 (CH3). Anal. calc. para C23H24ClNO5 (429,89): C, 64,26; H, 5,63; norte, 3,26; se encontró C, 64,19; H, 5,53; norte, 3,39.

Polvo blanco; rendimiento 51%; pf = 130–132 °C; Rf 0,42 (1:2, EtOAc-n-hexano); IR: vmáx/cm-1 3341 (OCNH), 1729, 1692 (OC, NCO); RMN 1H (500 MHz, DMSO-d6) δH: 10,02 (s, 1H, −NH), 7,94–7,92 (m, 1H, Ar–H), 7,89 (d, J = 8,5 Hz, 2H, Ar–H ), 7,78 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ar–H), 7,63–7,59 (m, 2H, Ar–H), 7,53–7,50 (m, 1H, Ar–H), 4,27 (q, J = 14,0, 7,0 Hz, 2H, OCH2–CH3), 2,31 (d, J = 13,5 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,94–1,90 (td, J = 13,5, 3,0 Hz, 2H, c-Hex-H ), 1,68–1,61 (m, 5H, c-Hex-H), 1,34–1,32 (m, 1H, c-Hex-H), 1,29 (t, J = 7,0 Hz, 3H, OCH2–CH3); RMN 13C (125 MHz, DMSO-d6) δC: 170,9 (OCNH), 165,4 (EtO–CO), 163,8 (C–O–CO), 143,4, 133,5, 132,0, 131,4, 130,9, 130,2, 130,0, 127,5, 124,5, 119,6 (Ar-C), 83,1 (O-C-CO), 60,5 (OCH2), 31,3, 24,5, 21,1 (c-Hex-C), 14,3 (CH3). Anal. calc. para C23H24ClNO5 (429,89): C, 64,26; H, 5,63; norte, 3,26; se encontró C, 64,33; H, 5,71; norte, 3,42.

Polvo blanquecino; rendimiento 76%; pf = 148-150 °C; Rf 0,45 (1:2, EtOAc-n-hexano); IR: vmáx/cm-1 3328 (OCNH), 1730, 1693 (OC, NCO); RMN 1H (500 MHz, DMSO-d6) δH: 10,00 (s, 1H, –NH), 8,02 (d, J = 7,0 Hz, 1H, Ar–H), 7,93 (dd, J = 7,5, 2,0 Hz, 1H, Ar–H), 7,88 (d, J = 8,5 Hz, 2H, Ar–H), 7,79 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ar–H), 7,57 (t, J = 6,5 Hz, 1H, Ar–H), 7,30 (td, J = 8,0, 1,5 Hz, 1H, Ar–H), 4,26 (q, J = 7,5 Hz, 2H, OCH2–CH3), 2,31 (d, J = 14,0 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,91 (td, J = 13,5, 3,0 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,68–1,61 (m, 5H, c-Hex-H), 1,38–1,32 (m, 1H, c-Hex-H), 1,29 (t, J = 7,5 Hz, 3H, OCH2–CH3); RMN 13C (125 MHz, DMSO-d6) δC: 170,9 (OCNH), 165,4 (EtO–CO), 165,2 (C–O–CO), 143,4, 140,9, 135,4, 133,3, 130,8, 130,0, 128,3, 124,4, 119,7 (Ar–C), 94,7 (CI), 82,9 (O–C–CO), 60,5 (OCH2), 31,3, 24,5, 21,1 (c-Hex-C), 14,3 (CH3). Anal. calc. para C23H24INO5 (521,34): C, 52,99; H, 4,64; norte, 2,69; se encontró C, 53,11; H, 4,88; N, 2,91.

Polvo blanquecino; rendimiento 72%; pf = 90 – 93 °C; Rf 0,48 (1:2, EtOAc-n-hexano); IR: vmáx/cm-1 3386 (OCNH), 1737, 1708, 1681 (OC, NCO); RMN 1H (500 MHz, DMSO-d6) δH: 9,87 (s, 1H, –NH), 7,89 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ar–H), 7,77 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ar–H), 7,33–7,28 (m, 4H, Ar–H), 7,26–7,23 (m, 1H, Ar–H), 4,27 (q, J = 7,0 Hz, 2H, OCH2–CH3), 3,78 (s , 2H, CO–CH2–Ar), 2,12 (d, J = 13,5 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,74 (td, J = 14,0, 3,5 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,53– 1,50 (m, 3H, c-Hex-H), 1,35–1,32 (m, 2H, c-Hex-H), 1,29 (t, J = 7,5 Hz, 3H, OCH2–CH3), 1,24–1,19 (m, 1H, c-Hex-H); RMN 13C (125 MHz, DMSO-d6) δC: 171,3 (OCNH), 170,1 (C – O – CO), 165,4 (EtO – CO), 143,3, 134,3, 129,9, 129,5, 128,4, 128,3, 126,9, 124,4, 119,5 (Ar–C), 81,4 (O–C–CO), 60,5 (OCH2), 40,9 (CO–CH2), 31,3, 24,5, 20,7 (c-Hex-C), 14,2 (CH3). Anal. calc. para C24H27NO5 (409,47): C, 70,40; H, 6,65; norte, 3,42; se encontró C, 70,66; H, 6,81; N, 3,70.

Cristal naranja; rendimiento 57%; pf = 145-147 °C; Rf 0,80 (1:2, EtOAc-n-hexano); IR: vmáx/cm–1 3343 (OCNH), 1715, 1639 (OC, NCO); RMN 1H (500 MHz, DMSO-d6) δH: 9,93 (s, 1H, –NH), 7,95 (d, J = 8,0 Hz, 2H, Ar–H), 7,84 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ar–H), 7,76–7,73 (m, 4H, Ar–H), 7,71 (s, 1H, Ar–CH=CH), 6,86 (d, J = 16,0 Hz, 1H, Ar–CH=CH), 4,23 (q, J = 7,0 Hz, 2H, OCH2–CH3), 2,20 (d, J = 14,0 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,81 (td, J = 16,0,4,0 Hz, 2H, c-Hex- H), 1,62–1,45 (m, 6H, c-Hex-H), 1,26 (t, J = 7,5 Hz, 3H, OCH2–CH3); RMN 13C (125 MHz, DMSO-d6) δC: 171,8 (OCNH), 165,9 (EtO–CO), 165,1 (C–O–CO), 143,9 (CH=CH–Ar), 143,6, 138,5, 130,4, 129,6 , 126,3, 124,8 (CF3), 121,7 (Ar–C), 120,0 (CH=CH–Ar), 82,0 (O–C–CO), 61,0 (OCH2), 31,9, 25,1, 21,5 (c-Hex-C) , 14,7 (CH3). Anal. calc. para C26H26F3NO5 (489,48): C, 63,80; H, 5,35; norte, 2,86; se encontró C, 63,99; H, 5,52; norte, 3,08.

Polvo marrón rojizo; rendimiento 62%; pf = 115-117 °C; Rf 0,26 (1:2, EtOAc-n-hexano); IR: vmax/cm-1 3334 (br, NH), 1713, 1644 (OC, NCO); RMN 1H (500 MHz, DMSO-d6) δH: 9,74, 9,62 (2 s, 2H, 2NH), 8,90 (t, J = 5,5 Hz, 1H, CH2–NH), 7,88–7,71 (m, 6H, Ar –H), 7,48 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ar–H), 4,26–4,22 (m, 3H, CH2–NH, OCH2–CH3), 4,08 (d, J = 5,5 Hz, 1H, CH2– NH), 2,11 (d, J = 12,5 Hz, 2H, c-Hex-H), 2,04 (s, 2H, c-Hex-H), 1,75 (td, J = 14,5, 4,5 Hz, 2H, c-Hex -H), 1,55 (bs, 4H, c-Hex-H), 1,44 (s, 9H, C(CH3)3), 1,26 (t, J = 7,0 Hz, 3H, OCH2–CH3). RMN 13C (125 MHz, DMSO-d6) δC: 171,2 (OCNH), 169,0 (EtO–CO), 166,7 (CH2–NH–CO), 165,4 (C–O–CO), 152,6 (NH–CO–O ), 143,4, 143,2, 142,7, 130,0, 129,9, 128,2, 126,7, 124,4, 119,5, 117,2 (Ar–C), 81,9 (O–C–CO), 79,6 (C(CH3)3), 60,5 (OCH2), 41,8 (CH2-NH), 31,5, 30,7, 28,1 (C(CH3)3), 20,7 (c-Hex-C), 14,2 (CH3). Anal. calc. para C30H37N3O8 (567,63): C, 63,48; H, 6,57; norte, 7,40; se encontró C, 63,66; H, 6,77; norte, 7,88.

Cristal marrón rojizo; rendimiento 71%; pf = 103–105 °C; Rf 0,48 (1:2, EtOAc-n-hexano); IR: vmax/cm-1 3336 (br, NH), 1709 (br, OC, NCO); RMN 1H (500 MHz, DMSO-d6) δH: 9,53 (s, 1H, –NH), 7,90 (d, J = 8,0 Hz, 1H, –NH), 7,86 (d, J = 8,5 Hz, 2H, Ar –H), 7,73 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ar–H), 7,28–7,17 (m, 10H, Ar–H), 4,95 (q, J = 12,5 Hz, 2H, Ar–CH2), 4,44 –4,39 (m, 1H, CH), 4,24 (q, J = 7,0 Hz, 2H, OCH2–CH3), 3,15 (dd, J = 14,5, 5,0 Hz, 1H, c-Hex-H), 2,86 (dd, J = 13,5, 4,0 Hz, 1H, c-Hex-H), 2,08 (d, J = 11,0 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,75–1,70 (m, 2H, c-Hex-H), 1,51 (d, J = 8,5 Hz, 3H, c-Hex-H), 1,43–1,34 (m, 1H, c-Hex-H), 1,26 (t, J = 7,5 Hz, 3H, OCH2–CH3); 13C-NMR (125 MHz, DMSO-d6) δC: 171,0 (O –CO –CH), 170,6 (NH –CO –C), 165,4 (EtO –CO), 156,4 (NH –O –O), 143,1, 137,5 , 136,8, 130,0, 129,1, 128,3, 128,2, 127,9, 127,6, 126,5, 124,5, 119,4 (Ar–C), 82,1 (O–C–CO), 65,6 (OCH2), 60,5 (CH–CH2), 55,6 (CH –CH2), 36,0, 31,4, 31,1, 24,5, 20,7 (c-Hex-C), 14,2 (CH3). Anal. calc. para C32H34N2O7 (558,62): C, 68,80; H, 6,13; norte, 5,01; se encontró C, 69,11; H, 6,40; norte, 5,33.

Cristal amarillo; rendimiento 50%; pf = 108–110 °C; Rf 0,35 (1:2, EtOAc-n-hexano); IR: vmáx/cm-1 3318 (OCNH), 2570 (SH), 1741, 1705, 1679 (OC, NCO); RMN 1H (500 MHz, DMSO-d6) δH: 9,84 (s, 1H, –NH), 7,87 (d, J = 8,5 Hz, 2H, Ar–H), 7,75 (d, J = 8,0 Hz, 2H, Ar–H), 4,26 (q, J = 7,0 Hz, 2H, OCH2–CH3), 4,03–3,80 (m, 2H, CH2-SH), 2,15 (d, J = 12,5 Hz, 2H, c-Hex-H ), 1,79 (t, J = 12,0 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,60–1,38 (m, 5H, c-Hex-H), 1,29 (t, J = 7,0 Hz, 3H, OCH2–CH3) , 1,25–1,21 (m, 1H, c-Hex-H), 0,85–0,80 (m, 1H, –SH). RMN 13C (125 MHz, DMSO-d6) δC: 171,0 (OCNH), 168,1 (EtO–CO), 165,3 (O–CO–CH2), 143,2, 129,9, 124,5, 119,6, 118,6 (Ar–C), 82,4 (O–C–CO), 60,5 (OCH2), 40,7 (CH2-SH), 31,3, 24,5, 20,8 (c-Hex-C), 14,2 (CH3). Anal. calc. para C18H23NO5S (365,44): C, 59,16; H, 6,34; norte, 3,83; se encontró C, 59,31; H, 6,51; N, 3,97.

Cristal marrón rojizo; rendimiento 50%; pf = 160–163 °C; Rf 0,32 (1:2, EtOAc-n-hexano); IR: vmáx/cm-1 3326 (OH), 3264 (OCNH), 1718, 1656 (OC, NCO); RMN 1H (500 MHz, DMSO-d6) δH: 9,91 (s, 1H, –NH), 7,85 (q, J = 12,0, 8,5 Hz, 4H, Ar–H), 5,49 (s, 1H, OH), 4,23 (q, J = 6,5 Hz, 2H, OCH2–CH3), 1,70 (td, J = 13,0, 4,0 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,56 (d, J = 12,0 Hz, 5H, c-Hex -H), 1,52–1,47 (m, 2H, c-Hex-H), 1,26 (t, J = 7,0 Hz, 3H, OCH2–CH3), 1,19–1,14 (m, 1H, c-Hex-H); RMN 13C (125 MHz, DMSO-d6) δC: 177,1 (OCNH), 165,9 (EtO–CO), 143,7, 130,5, 124,8, 119,5 (Ar–C), 74,5 (O–C–CO), 60,9 (OCH2 ), 34,2, 31,2, 25,5, 21,3 (c-Hex-C), 14,7 (CH3). Anal. calc. para C16H21NO4 (291,34): C, 65,96; H, 7,27; norte, 4,81; se encontró C, 66,12; H, 7,51; N, 4,90.

Cristal naranja; rendimiento 60%; pf = 143-145 °C; Rf 0,77 (1:2, EtOAc-n-hexano); IR: vmáx/cm−1 1.815 (CO–N–CO), 1.736 (EtO–CO); RMN 1H (500 MHz, DMSO-d6) δH: 8,06 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ar–H), 7,62 (d, J = 8,5 Hz, 2H, Ar–H), 4,30 (q, J = 7,0 Hz, 2H, OCH2–CH3), 2,04 (s, 2H, c-Hex-H), 1,80 (td, J = 12,0, 4,0 Hz, 2H, c-Hex-H), 1,72–1,68 (m, 2H, c-Hex-H), 1,62–1,48 (m, 4H, c-Hex-H), 1,29 (t, J = 7,5 Hz, 3H, OCH2–CH3); RMN 13C (125 MHz, DMSO-d6) δC: 174,0 (N–CO), 165,0 (EtO–CO), 152,8 (N–CO–O), 135,4, 129,8, 129,7, 126,6 (Ar–C), 85,0 (O – C – CO), 61,1 (OCH2), 31,2, 30,7, 23,8, 20,8 (c-Hex-C), 14,1 (CH3). Anal. calc. para C17H19NO5 (317,34): C, 64,34; H, 6,03; norte, 4,41; se encontró C, 64,64; H, 6,32; norte, 4,52.

Las células Wi-38, Caco-2 y HepG-2 se cultivaron en medio DMEM que contenía FBS al 10%, se sembraron como 5 x 10 células por pocillo en una placa de cultivo celular de 96 pocillos y se incubaron a 37 ° C en una incubadora de CO2 al 5%. Después de 24 h, se incubaron concentraciones seriadas de los compuestos de prueba con células durante 72 h. La viabilidad celular se analizó mediante el protocolo MTT27 (datos complementarios). Los valores de CI50 de los compuestos sintetizados se midieron mediante el software Graphpad Instat. Los cambios morfológicos se examinaron utilizando un microscopio invertido de contraste de fase con una cámara digital (Olympus, Japón).

El kit ApoONE® Caspase-3/7 se utilizó siguiendo las instrucciones del fabricante (datos complementarios).

La línea celular de cáncer de colon (Caco-2) se incubó con los compuestos anticancerígenos más eficaces, a 0,06 µM, durante 72 h en una incubadora con CO2 al 5%. Los ARN de células cancerosas tratadas y no tratadas se extrajeron utilizando el kit de purificación de ARN Gene JET (Thermo Scientific, EE. UU.). Luego se sintetizaron los ADNc utilizando el kit de síntesis de ADNc (Thermo Scientific, EE. UU.). La PCR en tiempo real se realizó utilizando la mezcla maestra verde SYBR y cebadores específicos (adelante/inverso) como se detalla en los datos complementarios.

Los compuestos afectados se analizaron para determinar sus efectos proapoptóticos mediante la incubación de células MDA-MB 231 durante 72 h, en sus dosis mínimas de IC50. Después de la tripsinización, las células cancerosas tratadas y no tratadas se tiñeron con isotiocianato de fluoresceína (FITC) -anexina V / yoduro de propidio (PI) y luego se sometieron a un análisis de apoptosis por citometría de flujo como se informó anteriormente (datos complementarios).

El análisis estadístico se describe en los datos complementarios.

Los conjuntos de datos utilizados y/o analizados durante el estudio actual están disponibles del autor correspondiente previa solicitud razonable.

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Departamento de Química, Facultad de Ciencias, Universidad de Alejandría, PO Box 426, Alejandría, 21321, Egipto

Mohammed Salah Ayoup, Yasmin Wahby y Hamida Abdel-Hamid

Departamento de Biotecnología Médica, Instituto de Investigación en Ingeniería Genética y Biotecnología, Ciudad de Investigación Científica y Aplicaciones Tecnológicas (Ciudad SRTA), Borg El Arab, Egipto

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Mohamed Teleb

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MSA idea y supervisión del trabajo experimental. YW llevó a cabo el trabajo experimental. HA-H. supervisión y revisó el escrito. MMA realizó la parte biológica. MT llevó a cabo la parte biológica y redactó el manuscrito.

Correspondencia a Mohammed Salah Ayoup.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Ayoup, MS, Wahby, Y., Abdel-Hamid, H. et al. Optimización de la estructura de nuevas α-aciloxicarboxamidas Passerini selectivas para tumores como activadores de Caspasa-3/7. Representante científico 12, 22390 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-26469-4

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Recibido: 13 de septiembre de 2022

Aceptado: 15 de diciembre de 2022

Publicado: 27 de diciembre de 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-022-26469-4

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